Combinación de simvastatina, silicato de calcio/yeso y gelatina y regeneración ósea en defectos de bóveda craneal de conejo

Jul 30, 2023

Scientific Reports volumen 6, Número de artículo: 23422 (2016) Citar este artículo

2872 Accesos

18 citas

Detalles de métricas

El presente estudio se realizó para determinar si la simvastatina mejora la regeneración ósea cuando se combina con silicato de calcio/yeso y gelatina (CS-GEL). La morfología de la superficie se determinó mediante microscopía electrónica de barrido de emisión de campo (FSEM). La degradación in vitro se evaluó monitoreando el cambio de peso de los compuestos empapados en solución salina tamponada con fosfato (PBS). La liberación del fármaco se evaluó mediante cromatografía líquida de alta resolución (HPLC). Se realizaron pruebas de citotoxicidad para evaluar la biocompatibilidad de los compuestos. Se crearon cuatro defectos óseos de 5 mm de diámetro en la bóveda craneal de conejo. Tres sitios se llenaron con CS-GEL, 0,5 mg de CS-GEL cargado con simvastatina (SIM-0,5) y 1,0 mg de CS-GEL cargado con simvastatina (SIM-1,0), respectivamente, y el cuarto se dejó vacío como grupo de control. Se realizaron microtomografías computarizadas (micro-CT) y análisis histológicos a las 4 y 12 semanas del postoperatorio. Todos los compuestos exhibieron estructuras tridimensionales y mostraron el residuo con casi el 80% después de 4 semanas de inmersión. La liberación de drogas fue explosiva el primer día y luego la tasa de liberación se mantuvo estable. Los compuestos no indujeron ninguna citotoxicidad. Los resultados in vivo demostraron que la formación de hueso nuevo y las expresiones de BMP-2, OC y colágeno tipo I mejoraron en el grupo CS-GEL cargado con simvastatina. Se concluyó que el CS-GEL cargado con simvastatina puede mejorar la regeneración ósea.

Los defectos óseos se ven a menudo en situaciones clínicas. Los autoinjertos, los aloinjertos y los sustitutos óseos artificiales se han utilizado ampliamente en la reparación ósea. Los autoinjertos tienen algunos inconvenientes específicos, como el material de origen limitado y los riesgos de reabsorción y morbilidad impredecibles en el sitio donante1. Una alternativa a los autoinjertos, los aloinjertos pueden transmitir enfermedades e inducir respuestas inmunitarias si no se tratan adecuadamente2.

En la práctica también se está utilizando ampliamente una variedad de sustitutos óseos artificiales. Estos incluyen metales, polímeros sintéticos como el ácido poliláctico (PLA) y el poliuretano (PU), y cerámicas como la hidroxiapatita (HA) y el fosfato tricálcico β (TCP)3,4,5,6. Entre los numerosos sustitutos óseos, el sulfato de calcio dihidratado (CaSO4∙2H2O), llamado yeso, se ha utilizado para reparar defectos óseos durante más de 100 años7. El yeso se forma por hidratación de sulfato de calcio hemihidratado (CaSO4∙0.5H2O), que se fragua in situ después de rellenar los defectos óseos. Debido a su considerable biocompatibilidad, el yeso ya ha sido aprobado por la FDA para uso clínico como sustituto del injerto óseo8. Sin embargo, debido a la baja bioactividad del yeso puro, es difícil formar un enlace químico efectivo con el hueso recién formado durante la etapa de curación temprana9. Se ha informado que los biomateriales compuestos pueden ser más adecuados que los biomateriales puros10. En un estudio realizado por Wang, se descubrió que el silicato de calcio/yeso induce la formación de apatita en la superficie del cemento después de la incubación en un fluido corporal simulado, lo que significa que el compuesto de silicato de calcio/yeso tiene una buena bioactividad11. Esto demuestra que la adición de silicato de calcio para formar un biomaterial compuesto evita las desventajas del yeso puro.

La gelatina tiene buena biocompatibilidad y propiedades hemostáticas eficientes. También es completamente biodegradable in vivo y sus características fisicoquímicas pueden modularse adecuadamente12,13. Debido a sus fuertes propiedades adhesivas y de plasticidad, la gelatina puede formar una matriz adecuada en compuestos de silicato de calcio/yeso. Un estudio inicial indicó el potencial del compuesto de sulfato de calcio y gelatina como un sustituto óseo biodegradable y en la promoción del nuevo crecimiento óseo14.

Para aumentar la bioactividad del compuesto de silicato de calcio/yeso y gelatina (CS-GEL), deben incorporarse al compuesto factores de crecimiento y fármacos que favorezcan la regeneración ósea. Se ha demostrado que la simvastatina, un fármaco para reducir el colesterol, tiene un efecto positivo sobre la formación de hueso y la densidad mineral ósea in vivo15. Se ha demostrado que la aplicación local de simvastatina promueve la cicatrización de fracturas en ratas ovariectomizadas16. Mukozawa et al. demostraron que la simvastatina con hidrogel y esponja de atelocolágeno (ACS) mejoró el crecimiento óseo de defectos nasales de tamaño crítico en conejos17. Sukul et al. fabricó un armazón de hidrogel de fosfato tricálcico beta-celulosa nanofibrilar cargado con simvastatina e informó que el armazón podría liberar la concentración óptima de simvastatina para mejorar la osteogénesis18. También se ha informado que la combinación de simvastatina y yeso puede estimular la regeneración ósea19. Se ha demostrado que el yeso tiene potencial como vehículo para la liberación local de antibióticos, factores de crecimiento y fármacos20,21,22.

Todos estos hallazgos muestran que la combinación de simvastatina, silicato de calcio/yeso y gelatina es prometedora como sustituto óseo en la promoción del crecimiento óseo. En este estudio se determinaron las características de este material compuesto y se evaluaron sus efectos en la cicatrización de defectos craneales en el conejo.

Para la preparación del sustituto óseo, el profesor Gou de Bio -División de investigación de nanomateriales y medicina regenerativa de la Universidad de Zhejiang. El polvo de silicato de calcio/yeso consistía en una relación en peso (peso) del 87,5 % de sulfato de calcio hemihidratado (CaSO4 · 0,5 H2O) y un 12,5 % en peso de silicato de calcio (CaSiO3). Las preparaciones de polvo de sulfato de calcio hemihidratado y polvo de silicato de calcio han sido descritas en el estudio de Wang11. En resumen, el polvo de sulfato de calcio hemihidratado se hizo a partir de sulfato de calcio deshidratado (CaSO4·2H2O), que se trató en una solución de NaCl al 15 % hirviendo y se agitó durante 5 h a 100 °C con ácido cítrico al 0,1 %. Luego, la suspensión se filtró, se lavó tres veces en agua hirviendo y se secó a 120 °C durante 6 h. El polvo de silicato de calcio se preparó utilizando el método de precipitación química: Primero, se agregaron 500 ml de solución de Na2SiO3 (0,4 mol/L) a 500 ml de solución de Ca(NO3)2 (0,4 mol/L) gota a gota con agitación; luego la solución se filtró y se lavó tres veces con agua desionizada y etanol; por último, los precipitados se secaron a 80 °C durante 24 h y se calcinaron a 800 °C durante 3 h.

El compuesto CS-GEL estaba hecho de 0,05 g de silicato de calcio/polvo de yeso, 0,01 g de gelatina y 100 μl de agua desionizada, que se mezcló completamente y luego se usó para rellenar el defecto óseo. Para comparar el efecto osteogénico de dos dosis de simvastatina en el compuesto CS-GEL, 0,5 mg o 1,0 mg de simvastatina reemplazaron el equivalente de polvo de silicato de calcio/yeso. En primer lugar, se mezcló simvastatina con gelatina para preparar gelatina cargada con fármaco y luego se añadió silicato de calcio/polvo de yeso para preparar el compuesto CS-GEL cargado con simvastatina. Para evaluar la característica estructural, el compuesto CS-GEL o compuesto CS-GEL cargado con simvastatina se mezcló con agua desionizada y luego se transfirió a un molde circular para crear cilindros. Luego se dejó secar completamente al aire.

La morfología de la sección longitudinal de los cilindros CS-GEL o CS-GEL cargados con simvastatina antes y después de la incubación en PBS a 37 °C durante 24 h se observó mediante microscopía electrónica de barrido de emisión de campo (FE-SEM, SINION-100, FEI) . Las superficies de los cilindros después de la incubación en PBS durante 24 h se detectaron adicionalmente mediante espectroscopia de rayos X de dispersión de energía (EDX). Se utilizó difracción de rayos X (XRD, X'Pert PRO, PANalytical) para determinar el análisis de composición de CS-GEL y CS-GEL cargado con simvastatina a una velocidad de exploración de 0,10°/min, radiación Cu-Ka (λ = 1,541 Å, 40 mA, 40 kV) en un rango de 2θ de 5–40°.

La degradación de los compuestos in vitro se evaluó detectando el cambio de peso de las muestras de cemento empapadas en 2 ml de PBS a 37 °C. La solución de remojo se renueva cada 2 días. En cada punto de ajuste, las muestras se retiraron de la solución, se enjuagaron con etanol y se secaron a 80 °C mediante pesaje con una balanza analítica electrónica. La degradación se valoró mediante la ecuación: Degradación (%) = peso después del remojo/peso inicial × 100%.

Los dos juegos de cilindros de CS-GEL cargados con simvastatina se empaparon en 1,0 ml de solución de PBS en un frasco sellado a 37 °C, y el PBS se cambió después de 1 h, 3 h, 6 h, 1 día, 3 días, 7 días. , 10 días, 14 días y 21 días. En cada punto de referencia, se recogió la concentración de simvastatina de la solución de remojo. En vista de la insolubilidad de la simvastatina en PBS, la solución de remojo se mezcló con un volumen igual de metanol para disolver completamente la simvastatina. Luego, la solución se midió mediante cromatografía líquida de alta resolución (HPLC, LC-20A, Shimadzu, JP) de acuerdo con una curva estándar preparada previamente con cantidades específicas de simvastatina.

Las citotoxicidades de los composites se evaluaron mediante el método de extracción, con células de preosteoblastos de ratón (MC3T3-E1). Las células se cultivaron en medio esencial mínimo alfa (α-MEM; Gibco, Tulsa, OK, EE. UU.) con suero bovino fetal al 10 % (FBS; Gibco). Las soluciones de extracto se prepararon sumergiendo las pastas compuestas en 1,0 ml de α-MEM durante 24 horas a 37 °C. Los extractos se obtuvieron y filtraron a través de una membrana Millipore de 0,22 μm. Para observar un posible efecto dependiente de la dosis, la solución de extracto se diluyó a 1/2, 1/4, 1/8, 1/16, 1/32 y 1/64 de la concentración original con α-MEM.

Las células MC3T3-E1 se sembraron en una placa de 96 pocillos a razón de 5 × 103 células por pocillo y se incubaron durante 24 ha 37 °C y 5 % de CO2 para permitir la unión de las células. Luego se retiró el medio de cultivo y se reemplazó con 100 μl de extractos originales o extractos diluidos con FBS al 10%. El α-MEM que contenía 10 % de FBS y ningún extracto sirvió como control. Después de tres días de cultivo, se evaluó la viabilidad celular usando un kit de conteo de células (CCK-8; Dojindo Molecular Technologies, Tokio, Japón) de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Después de los tiempos de incubación indicados, las soluciones de cultivo se retiraron y se agregaron 100 μl de solución de mezcla CCK-8 a cada pozo y se incubaron durante 3 h a 37 °C. La densidad óptica de cada pocillo se registró a 450 nm utilizando un lector de microplacas multifuncional (SpectraMax M5, Molecular Devices, EE. UU.). La viabilidad celular se calculó como el porcentaje del grupo de control.

En el estudio se utilizaron dieciséis conejos machos adultos de Nueva Zelanda (2,5–3,0 kg). Los animales se mantuvieron en jaulas individuales y se alimentaron y bebieron. El experimento estuvo en línea con el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Zhejiang, Hangzhou, China. El protocolo de estudio fue revisado y aprobado por el Comité de Ética para animales de experimentación de la Universidad de Zhejiang (n.º 866, Yuhangtang Road, Hangzhou, PR China) y de acuerdo con las directrices ARRIVE23.

Los procedimientos quirúrgicos se realizaron en condiciones estériles en un quirófano veterinario. Bajo anestesia general inducida por inyección intramuscular de SuMianXin II (0,1 a 0,2 ml/kg, por vía intramuscular [IM], Quartermaster University of PLA, Changchun, China, Military Veterinary Institute), se afeitaron y prepararon las áreas del cuero cabelludo que cubren la bóveda calvarial. con povidona yodada. Después de la infiltración de anestesia local (lidocaína al 2% con epinefrina 1:100.000), se realizó una incisión a lo largo de la línea media. La piel de espesor completo y el periostio se reflejaron para exponer la superficie del cráneo. Con irrigación salina, se crearon cuatro defectos circulares, cada uno de 5 mm de diámetro y 2 mm de profundidad, alrededor de la sutura sagital usando una fresa de trépano. Durante la perforación, se tuvo mucho cuidado para evitar dañar la duramadre. Para cada animal, se rellenó un defecto con CS-GEL, 0,5 mg de CS-GEL cargado con simvastatina (SIM-0,5), 1,0 mg de CS-GEL cargado con simvastatina (SIM-1,0), o se dejó sin tratar, respectivamente (Fig. 1). Por último, se suturaron los sitios quirúrgicos y los animales recibieron antibióticos (penicilina, 400.000 U/d) durante 3 días. A las 4 y 12 semanas después de la cirugía, los animales fueron sacrificados mediante una sobredosis de SuMianXin (1,0 ml, IM).

Cuatro defectos óseos de 5 mm de diámetro en la bóveda craneal de conejo: un defecto vacío sirvió como grupo de control y los otros defectos se rellenaron con CS-GEL, SIM-0.5 y SIM-1.0, respectivamente.

Después de sacrificar a los animales, se extrajeron los huesos de la bóveda craneal que contenían CS-GEL o CS-GEL cargado con simvastatina y se fijaron en formaldehído al 10 % durante 24 h. Se realizaron imágenes de tomografía microcomputarizada tridimensional en las muestras utilizando un sistema de tomografía microcomputadora de alta resolución (SkyScan 1176; Bruker, Bélgica) con una resolución de 17,46 μm. Las muestras se escanearon a 55 kV y 455 μA con un filtro de aluminio de 0,5 mm y un tiempo de exposición de 250 milisegundos. Las imágenes radiográficas fueron producidas por el software de reconstrucción (Nrecon, SkyScan, DataViewer; Brucker, Kontich, Bélgica). El análisis se realizó utilizando una región circular de 5 mm de diámetro que se colocó en el centro del área del defecto inicial. El umbral gris se estableció en el rango de 80 a 160 para evitar el ruido de escaneo. La cantidad de tejido óseo regenerado se obtuvo analizando la fracción de volumen óseo del volumen total de tejido: volumen óseo/volumen total (BV/TV).

Después del análisis por micro-CT, las muestras se descalcificaron en formaldehído al 0,5 % que contenía EDTA al 10 %, a 4 °C durante 5 semanas. Después de un nivel adecuado de desmineralización, los especímenes se deshidrataron en una serie graduada de alcohol, se incluyeron en parafina y se seccionaron en tres piezas de 6 μm de espesor. Las secciones fueron perpendiculares a la sutura sagital cerca del defecto central. Una sección se tiñó con hematoxilina y eosina (H&E). Las imágenes se adquirieron utilizando un microscopio óptico con aumentos de ×40 y ×100. La formación de hueso nuevo dentro de la región delimitada por las líneas de inversión se midió en tres campos seleccionados al azar en el área del defecto usando un software Image-Pro Plus. Las otras dos secciones se tiñeron inmunohistoquímicamente para el análisis histológico. El anticuerpo contra la proteína morfogenética ósea 2 (BMP-2) (bs-1012R, Bioss), el anticuerpo contra la osteocalcina (OC) (ab13418, Abcam) y el anticuerpo contra el colágeno tipo I (AM10043SU-N, Acris Antibodies) se usaron como anticuerpos primarios. El anticuerpo secundario (k5007, Dako) se incubó a temperatura ambiente durante 50 min. La tinción inmunohistoquímica se realizó en todos los portaobjetos para garantizar que se produjera la misma reacción de anticuerpos en las mismas condiciones de tinción con diaminobencidina. Se tomaron imágenes de las muestras con un microscopio óptico con un aumento de ×100. La reactividad antigénica de BMP-2, OC y colágeno tipo I se evaluó automáticamente (%) utilizando un software de análisis de imágenes. Se estableció un procedimiento de calibración para el software de análisis de imágenes antes del análisis morfométrico. Las mediciones fueron realizadas 5 veces por un autor para confirmar la reproducibilidad de los resultados. El porcentaje medio de la reactividad del antígeno sirvió como resultado.

El análisis estadístico se realizó con SPSS 16.0 (SPSS, Chicago, IL, EE. UU.). Todos los datos se mostraron como media ± desviación estándar (DE). Los resultados de las pruebas de citotoxicidad se analizaron con ANOVA unidireccional. Se realizó un análisis ANOVA de dos vías para detectar diferencias en los cuatro grupos en el experimento in vivo. Las diferencias significativas se evaluaron mediante el método LDS en comparaciones múltiples. Los valores de p por debajo de 0,05 se consideraron estadísticamente significativos.

Las microestructuras de CS-GEL, SIM-0.5 y SIM-1.0 antes y después de la incubación en PBS a 37 ° C durante 24 h se muestran en la Fig. 2a, b. Las topografías superficiales en todos los grupos exhibieron una superficie porosa con una estructura tridimensional. Cuando se observaron en detalle, los tres grupos sin incubación mostraron una estructura cristalina en forma de varilla del dihidrato de sulfato de calcio con los agregados de silicato de calcio distribuidos en el sustrato de yeso. Después de la incubación en PBS durante 24 h, la mayoría de los cristales se cubrieron con una capa de un mineral similar a la apatita, lo que se confirmó mediante el análisis EDX (Tabla 1). Los resultados de EDX indicaron que la sal de fosfato de calcio puede haberse depositado o absorbido en la superficie de los compuestos incubados en PBS y las proporciones molares de Ca/P fueron de aproximadamente 2,57 (26,91/10,46), 2,94 (20,78/7,08) y 2,75 (20.25/7.36) en CS-GEL, SIM-0.5 y SIM-1.0, respectivamente. Tampoco hubo una diferencia obvia entre la topografía superficial de CS-GEL, SIM-0.5 y SIM-1.0.

cromatografía líquida de alta resolución (HPLC). ( a ) Microfotografía SEM de la superficie longitudinal de los tres tipos de compuestos. (a)(a1) CS-GEL; (b)(b1) SIM-0.5; (c)(c1) SIM-1.0. Aumento original a–c: ×10 000 y a1–c1: ×50 000. ( b ) Microfotografía SEM de la superficie longitudinal de los tres tipos de compuestos después de la incubación en PBS durante 24 h. (a)(a1) CS-GEL; (b)(b1) SIM-0.5; (c)(c1) SIM-1.0. Aumento original a–c: −10 000 y a1–c1: −50 000.

Los patrones XRD de CS-GEL, SIM-0.5 y SIM-1.0 se muestran en la Fig. 3a. Para los tres grupos, se observaron los picos de CaSO4·2H2O y CaSiO3, lo que indicó que CaSO4·0.5H2O se transformó en CaSO4·2H2O después de mezclar los materiales compuestos con agua.

(a) Patrones de difracción de rayos X (XRD) de los tres tipos de compuestos: (a) CS-GEL; (b) SIM-0.5; (c) SIM-1.0. (b) Degradación de los compuestos en PBS. ( c ) Liberación acumulativa de simvastatina de SIM-0.5 y SIM-1.0. ( d ) Viabilidades celulares de MC3T3-E1 después de la exposición a los extractos originales y diluidos de CS-GEL, SIM-0.5 y SIM-1.0 durante tres días (n = 3 en cada grupo). * p < 0,05.

Como se muestra en la Fig. 3b, se evaluó la degradación de los cementos CS-GEL y CS-GEL cargados con simvastatina después de remojarlos en PBS durante varios períodos de tiempo. Todos los cementos se degradaron rápidamente en los primeros 3 días y luego la tasa de degradación disminuyó. Después de 21 días de inmersión, la degradación se hizo más estable. Para el día 28, no hubo diferencia significativa entre el peso restante de los tres grupos; sin embargo, el grupo SIM-1.0 mostró el residuo más alto con más del 80 %.

Los resultados de liberación de fármaco de la simvastatina se presentan en la Fig. 3c. Se observó una liberación rápida de simvastatina el primer día para los dos grupos. Para el primer día, se liberaron 28,2% y 31,4% de simvastatina de SIM-0,5 y SIM-1,0, respectivamente. A medida que avanzaba el tiempo de incubación, la tasa de liberación de simvastatina disminuyó y se mantuvo una liberación estable. El día 21, el 82,6 % de la simvastatina incorporada se había liberado de SIM-0,5 y el 77,5 % se había liberado de SIM-1.0.

Se evaluaron las viabilidades de las células MC3T3-E1 después de la exposición a extractos de pastas CS-GEL recién mezcladas y CS-GEL cargadas con simvastatina durante 3 días (Fig. 3d). Para los extractos originales, el grupo CS-GEL mostró una viabilidad celular significativamente mayor que los otros grupos (F(3,8) = 9,638, p = 0,005, ANOVA de una vía. p = 0,002 frente al grupo de control, p = 0,010 frente a el grupo SIM-0.5, p = 0.002 vs el grupo SIM-1.0, método LSD), indicando la biocompatibilidad del composite CS-GEL. Para SIM-0.5 y SIM-1.0, los valores de densidad óptica de las células en los extractos diluidos a 1/4 fueron significativamente más altos que los del grupo control y el grupo CS-GEL (SIM-0.5: p < 0.001 vs control p = 0,001 vs grupo CS-GEL, SIM-1.0: p = 0,002 vs grupo control, p = 0,024 vs grupo CS-GEL, método LSD). Para SIM-1.0, los valores de densidad óptica de las células en los extractos diluidos a la mitad fueron significativamente más altos que en el grupo de control (p = 0,008, método LSD). La viabilidad celular de los extractos diluidos de 1/8 a 1/64 no mostró diferencias significativas entre los cuatro grupos. (dilución 1/8: F(3,8) = 3,795, p = 0,058, dilución 1/16: F(3,8) = 3,734, p = 0,06, dilución 1/32: F(3,8) = 2,139 , p = 0,173, dilución 1/64: F(3,8) = 1,605, p = 0,263, ANOVA de una vía). Los extractos SIM-0.5 y SIM-1.0 diluidos a 1/4 mostraron una viabilidad celular significativamente mayor que los extractos originales correspondientes y los extractos diluidos a 1/32 y 1/64 (SIM-0.5: F(3,8) = 13.330, p = 0,002, SIM-1,0: F(3,8) = 53,097, p < 0,001, ANOVA de una vía).

Como se muestra en la Fig. 4a, la cobertura del defecto fue mínima en el grupo de control a las 4 semanas de cicatrización y casi todos los bordes del defecto permanecieron en comparación con otros grupos. Por el contrario, el grupo CS-GEL, los grupos CS-GEL cargados con simvastatina demostraron una notable formación de tejido mineralizado dentro del área del defecto. A las 12 semanas, la cantidad de formación de hueso nuevo en todos los grupos aumentó notablemente, que parecía sintetizarse hacia la periferia del defecto.

( a ) Exploraciones micro-CT representativas que muestran la regeneración ósea en los defectos después de 4 semanas y 12 semanas. Los círculos rojos indican los bordes del defecto. Barra de escala, 1 mm. (b) Análisis de comparación múltiple de la fracción de volumen óseo regenerado en defectos (BV/TV) tratados con diferentes grupos (n = 3 en cada grupo) en cada momento experimental. * p < 0,05.

Se analizó la fracción de volumen óseo del volumen total de tejido (BV/TV) para evaluar la cantidad de regeneración ósea nueva (Fig. 4b). Los resultados de la prueba ANOVA mostraron que los valores de BV/TV diferían significativamente entre los cuatro grupos (4 semanas: F(3,6) = 10,468, p = 0,008, 12 semanas: F(3,6) = 40,958, p < 0,001, ANOVA de dos vías). El grupo SIM-0.5 exhibió valores significativamente mayores para BV/TV que el grupo control y el grupo CS-GEL tanto a las 4 semanas como a las 12 semanas (4 semanas: p = 0.002 vs grupo control, p = 0.029 vs grupo CS-GEL, 12 semanas: p < 0,001 vs grupo control, p = 0,006 vs grupo CS-GEL, método LSD). Los valores de BV/TV en el grupo CS-GEL y el grupo SIM-1.0 fueron significativamente mayores que en el grupo control a las 4 y 12 semanas (4 semanas: p = 0,042 vs grupo CS-GEL, p = 0,009 vs SIM-1.0 grupo, 12 semanas: p = 0,001 vs grupo CS-GEL, p < 0,001 vs grupo SIM-1.0, método LSD).

A las 4 semanas, se observó en los defectos de SIM-0.5 y SIM-1.0 una gran cantidad de hueso neoformado teñido con eosina, caracterizado por las trabéculas irregulares de hueso inmaduro y osteoide bordeado por osteoblastos (Fig. 5a). Además, algunos de los materiales compuestos permanecieron en el área del defecto, que estaban rodeados por nuevos tejidos óseos. Se observó menos hueso recién formado en el grupo CS-GEL. Por el contrario, la mayoría de las áreas de los defectos en el grupo de control estaban llenas de tejido conectivo fibroso. En la semana 12, los tejidos óseos en el área del defecto en SIM-0.5 y SIM-1.0 estaban completamente osificados y tenían una apariencia similar al hueso normal (Fig. 5a). También se observaron cavidades medulares recién formadas.

( a ) Vistas representativas de la tinción con hematoxilina y eosina del hueso calvarial a las 4 y 12 semanas. Aumento original, filas 1 y 3: ×40, filas 2 y 4: ×100. ( b ) Análisis de comparación múltiple del porcentaje de hueso recién formado en el defecto calvarial de conejo entre diferentes grupos (n = 8 en cada grupo) en cada punto experimental en el tiempo utilizando el método LSD. * p < 0,05.

A las 4 semanas, el análisis histomorfométrico mostró que el porcentaje de hueso recién formado era 3,19 ± 1,08 % del área de interés en el grupo de control, 5,53 ± 3,30 % en CS-GEL, 18,16 ± 3,40 % en SIM-0,5 y 15,19 ± 2,78% en SIM-1.0 (fig. 5b). A las 12 semanas, el hueso neoformado ocupaba el 12,29 ± 5,82 % del área de interés en el grupo control, el 15,44 ± 5,65 % en el grupo CS-GEL, el 30,13 ± 4,80 % en el grupo SIM-0,5 y el 26,87 ± 7,21 % en el grupo el grupo SIM-1.0 (Fig. 5b). Los resultados sugirieron que CS-GEL cargado con simvastatina indujo una notable mejora en la formación de hueso nuevo (4 semanas: F(3,21) = 50,829, p < 0,001, 12 semanas: F(3,21) = 57,155, p < 0,001 , ANOVA de dos vías). El análisis post hoc mostró que los valores de formación de hueso nuevo en SIM-0.5 y SIM-1.0 fueron significativamente más altos que en otros grupos tanto a las 4 como a las 12 semanas (p < 0.001, método LSD).

La tinción inmunohistoquímica de BMP-2, OC y colágeno tipo I se muestra en la Fig. 6. A las 4 y 12 semanas, se observaron niveles significativamente más altos de expresión positiva de BMP-2 y OC en SIM-0.5 que en el grupo control o Grupo CS-GEL (Fig. 7a, 4 semanas: p = 0,001 frente al grupo control, p = 0,006 frente al grupo CS-GEL, 12 semanas: p = 0,001 frente al grupo control, p = 0,002 frente al grupo CS-GEL , método LSD Figura 7b, 4 semanas: p < 0,001 vs grupo control, p = 0,001 vs grupo CS-GEL, 12 semanas: p = 0,011 vs grupo control, p = 0,019 vs grupo CS-GEL, LSD método.). Los valores de inmunotinción para BMP-2 y OC en SIM-1.0 fueron más altos que los del grupo control a las 4 y 12 semanas con una diferencia significativa (Fig. 7a, 4 semanas: p = 0,008, 12 semanas: p = 0,003, método LSD Figura 7b, 4 semanas: p = 0,002, 12 semanas: p = 0,020, método LSD). En comparación con CS-GEL, las expresiones de BMP-2 y OC en SIM-1.0 fueron significativamente más altas, pero solo a las 12 semanas (Fig. 7a, p = 0,008, método LSD. Figura 7b, p = 0,032, método LSD). La reactividad antigénica del colágeno tipo I en SIM-0.5 y SIM-1.0 fue mayor que la del grupo de control a las 4 semanas (Fig. 7c, 4 semanas: p = 0.003 vs SIM-0.5, p = 0.029 vs SIM-1.0, método LSD). Además, el valor de inmunotinción para OC en SIM-0.5 fue significativamente mayor que en SIM-1.0 a las 4 semanas (Fig. 7b, p = 0.029, método LSD). Además, los valores de formación de hueso nuevo y reactividad del antígeno BMP-2 en SIM-0.5 tendieron a ser más pronunciados que en SIM-1.0 a las 4 y 12 semanas. Los valores de reactividad al antígeno colágeno tipo I en SIM-0.5 fueron mayores que en CS-GEL y SIM-1.0 a las 4 semanas. Sin embargo, estas diferencias no alcanzaron significación estadística (Fig. 5b, 4 semanas: p = 0,053, 12 semanas: p = 0,057, método LSD. Figura 7a, 4 semanas: p = 0,272, 12 semanas: p = 0,506, método LSD Figura 7c, 4 semanas: p = 0,080 vs CS-GEL, p = 0,302 vs SIM-1.0, método LSD).

Vistas representativas de la tinción inmunohistoquímica para BMP-2, OC y colágeno tipo I en (a–d) 4 semanas y (e–h) 12 semanas. (a,e): grupo control, (b,f): CS-GEL, (c,g): SIM-0.5, (d,h): SIM-1.0. Ampliación original, ×100

( a ) Análisis de comparación múltiple de la reactividad del antígeno BMP-2 en el defecto calvarial de conejo entre diferentes grupos (n = 8 en cada grupo) en cada punto experimental en el tiempo utilizando el método LSD. * p < 0,05. ( b ) Análisis de comparación múltiple de la reactividad del antígeno OC en el defecto craneal de conejo entre diferentes grupos (n = 8 en cada grupo) en cada punto experimental en el tiempo utilizando el método LSD. * p < 0,05. ( c ) Análisis de comparación múltiple de la reactividad del antígeno de colágeno tipo I en el defecto craneal de conejo entre diferentes grupos (n = 8 en cada grupo) en cada punto experimental en el tiempo utilizando el método LSD. * p < 0,05.

En este estudio, se desarrolló y utilizó una combinación de silicato de calcio/yeso y gelatina para usar como sustituto óseo para liberar simvastatina de manera sostenible. Los resultados demostraron que la simvastatina se liberaba del CS-GEL cargado con simvastatina de manera eficiente y que el CS-GEL cargado con simvastatina promovía la formación de hueso nuevo en los defectos craneales de los conejos.

Se observó un efecto osteogénico cuando se administró sistémicamente una dosis diaria de simvastatina de 5 mg/kg por vía intraperitoneal24 u oral25. Se informa que la simvastatina induce la diferenciación de osteoblastos a través de la vía BMP-226 y exhibe efectos antiinflamatorios27. Sin embargo, la simvastatina se somete a una extensa extracción hepática, lo que conduce a una disminución de las concentraciones periféricas de estatina, la aplicación sistémica de simvastatina a la dosis recomendada para la hipercolesterolemia es insuficiente para la osteogénesis alrededor de los implantes24. La aplicación local de simvastatina puede evitar la degradación hepática para producir un efecto osteogénico en el hueso y prevenir los efectos secundarios, incluida la miotoxicidad, la insuficiencia hepática y la insuficiencia renal28,29,30.

Varios estudios han demostrado el efecto de promoción ósea del uso local de simvastatina con diferentes vehículos en varios modelos animales. Nyan et al. observaron una notable formación ósea en defectos de la bóveda craneal de ratas tratadas con una combinación de 1,0 mg de simvastatina y sulfato de calcio, lo que sugiere el potencial del sulfato de calcio como vehículo para la liberación local de simvastatina31. Sin embargo, el yeso puro tiene una tasa de degradación rápida en medios biomiméticos que es adverso para la deposición de la matriz y el crecimiento del tejido. Un estudio realizado por Wang mostró que la adición de silicato de calcio al cemento de yeso podría reducir su tasa de degradación e inducir la remineralización y la deposición de apatita en la superficie compuesta11. En el estudio, se utilizó yeso dopado con silicato de calcio en lugar de yeso puro. La gelatina es altamente biocompatible, biorreabsorbible y puede adaptarse a defectos de casi cualquier forma debido a su forma esponjosa32. Gao et al. informaron que el compuesto de sulfato de calcio/gelatina podría promover el crecimiento interno de hueso nuevo14. De esta forma, la combinación de silicato de calcio/yeso y gelatina parece ser un sustituto óseo eficaz y portador de simvastatina. En estudios previos se investigaron las siguientes dosis de simvastatina utilizadas: 0,5 mg32,33, 2 mg34, 2,2 mg35, 0,1, 0,5, 1,0, 1,5 y 2,2 mg36. En este estudio, se usaron 0,5 mg y 1,0 mg de simvastatina con el compuesto CS-GEL para la regeneración ósea calvarial.

Los resultados indicaron que CS-GEL y CS-GEL cargado con simvastatina tienen estructuras tridimensionales y considerables capacidades de depósito de apatita. El depósito de sal de fosfato de calcio podría promover la adsorción de proteínas y la unión, proliferación y diferenciación de células osteogénicas37. Es posible que la falta de diferencias morfológicas visibles entre CS-GEL y CS-GEL cargado con simvastatina se deba a la baja concentración de la simvastatina incorporada. El pico de CaSO4·2H2O se detectó en los patrones XRD de CS-GEL y CS-GEL cargado con simvastatina. CaSO4·2H2O puede ser absorbido por el cuerpo, formando microporos en el material implantado, lo que facilita el crecimiento interno de tejido óseo nuevo38. Sin embargo, la propiedad de disolución rápida hace que el yeso tenga aplicaciones limitadas en cirugía ortopédica y dental. La rápida tasa de degradación perjudica la deposición de la apatita similar al hueso sobre la superficie del cemento39. Los resultados de la prueba de degradación en el estudio proporcionaron evidencias de que el CS-GEL cargado con simvastatina compartía una propiedad de degradación similar con CS-GEL, y la degradación de los compuestos podría durar más de 4 semanas. En el ensayo de liberación, las dos concentraciones de grupos CS-GEL cargados con simvastatina mostraron una liberación muy eficaz de simvastatina el primer día, y la liberación de simvastatina en CS-GEL podría durar al menos 3 semanas. Presumimos que la simvastatina se libera gradualmente de los compuestos CS-GEL en degradación, lo que luego podría promover la diferenciación y el reclutamiento de osteoblastos en el área del defecto óseo.

El ensayo de citotoxicidad indicó que CS-GEL, SIM-0.5 y SIM-1.0 no indujeron ninguna citotoxicidad. Aquí se observó que la viabilidad celular en los extractos originales de CS-GEL era mayor que en los otros extractos diluidos, lo que podría atribuirse a las concentraciones más altas de iones Ca y Si. Los iones Ca son esenciales para el mantenimiento del crecimiento y la función de las células vivas y tienen un efecto positivo en la proliferación y diferenciación de los osteoblastos40. Se ha demostrado que una concentración adecuada de iones Si aumenta la proliferación, diferenciación y producción de colágeno de los osteoblastos41,42. Para las muestras SIM-0.5 y SIM-1.0, la viabilidad de las células en los extractos diluidos a 1/4 fue mayor que la de los correspondientes extractos originales y extractos diluidos a 1/32 y 1/64, lo que indica que las concentraciones adecuadas de la simvastatina en los extractos puede tener efectos positivos sobre la proliferación celular.

En este estudio, se utilizó un modelo de defecto calvarial de conejo para probar la hipótesis porque es un modelo conveniente para la investigación de materiales regenerativos óseos y no tiene requisitos de fijación. Como se muestra en los resultados descritos anteriormente, la máxima regeneración ósea se observó consistentemente en los defectos tratados con SIM-0.5. Los resultados del análisis de imágenes por micro-CT indicaron que el CS-GEL cargado con simvastatina podría facilitar el cierre del defecto óseo. En las secciones histológicas de las muestras de 4 y 12 semanas, se observó significativamente más formación de hueso nuevo y expresión positiva de BMP-2 y OC en el grupo SIM-0.5 que en el grupo control y el grupo CS-GEL. Los resultados de la formación de hueso nuevo evaluados con exámenes histológicos fueron básicamente consistentes con el análisis de micro-CT. A pesar de la falta de significación estadística, los valores de hueso recién formado y reactividad del antígeno BMP-2 en SIM-0.5 tendieron a ser más pronunciados que en SIM-1.0 a las 4 y 12 semanas. Las expresiones de BMP-2, OC y colágeno tipo I a las 4 semanas fueron más altas que a las 12 semanas, lo que indica que BMP-2, OC y colágeno tipo I se expresan principalmente en etapas tempranas de la cicatrización ósea y disminuyen durante el proceso. proceso de maduración. Aunque la aplicación local de simvastatina podría provocar inflamación, no hubo inflamación obvia de los tejidos blandos en los grupos CS-GEL cargados con simvastatina a las 4 y 12 semanas en este estudio, lo que indicó que las dosis de 0,5 mg y 1,0 mg de simvastatina se incorporaron a CS-GEL. GEL podría aumentar la regeneración ósea sin inducir una inflamación intensa de los tejidos blandos.

En un estudio realizado por Wong et al., se agregaron 0,5 mg de simvastatina a una matriz de colágeno en defectos de bóveda craneal de conejo, y hubo un total de 308 % más de hueso nuevo en el grupo de simvastatina y colágeno que en el grupo de colágeno solo en el día 1433 del postoperatorio. Huang et al. no encontraron diferencias significativas en la formación de hueso entre los grupos con sulfato de calcio cargado con rhBMP-2 y sulfato de calcio cargado con simvastatina en defectos óseos de conejo. Esto indicó que los efectos osteogénicos de la simvastatina son comparables a los de la rhBMP-243. Varios estudios también investigaron la administración local de estatinas para promover la cicatrización ósea y demostraron los efectos beneficiosos de las estatinas aplicadas localmente para la osteogénesis31,35,36,44,45. Estos resultados son consistentes con los del presente estudio. Sin embargo, algunos estudios han mostrado efectos adversos. Anbinder et al. no pudo encontrar ninguna mejora clara en la regeneración ósea en defectos tibiales de rata mediante el uso de simvastatina, ya sea por vía oral o subcutánea46. De igual forma, los autores reportaron que el uso de simvastatina y armazón polimérico, asociados o no, no mejoró la regeneración ósea47. Esta diferencia puede deberse al modelo experimental, la forma de administración de la simvastatina o los portadores y dosis variables de simvastatina.

En el estudio actual, solo se evaluaron dos concentraciones de simvastatina en el compuesto CS-GEL, y se deben probar más concentraciones diferentes de simvastatina en el protocolo experimental. Se requieren más estudios para identificar los sustitutos óseos óptimos y analizar los mecanismos subyacentes a la promoción de la regeneración ósea por simvastatina.

En conclusión, la combinación de silicato de calcio/yeso y gelatina se utilizó con éxito como vehículo para la simvastatina. Los resultados de la experimentación in vivo indicaron que el CS-GEL cargado con simvastatina puede mejorar la regeneración ósea.

Cómo citar este artículo: Zhang, J. et al. Combinación de simvastatina, silicato de calcio/yeso y gelatina y regeneración ósea en defectos de bóveda craneal de conejo. ciencia Rep. 6, 23422; doi: 10.1038/srep23422 (2016).

Edwards, MSB & Ousterhout, DK Injertos óseos de cráneo autogénicos para reconstruir defectos craneales grandes o complejos en niños y adolescentes. Neurocirugía 20, 273–280 (1987).

Artículo CAS Google Académico

Salyer, KE, Bardach, J., Squier, CA, Gendler, E. y Kelly, KM Craneoplastia en el cráneo canino en crecimiento usando hueso perforado desmineralizado. Plast Reconstr Surg 96, 770–779 (1995).

Artículo CAS Google Académico

Koo, AN et al. Actividad regeneradora ósea de andamios híbridos de nano-hidroxiapatita/poli (ácido L-láctico) liberador de hormona paratiroidea. Macromol Res 23, 1168–1173 (2015).

Artículo CAS Google Académico

Rocha de Oliveira, AA, de Carvalho, SM, Leite, M. d. F., Orefice, RL & Pereira, M. d. M. Desarrollo de andamios de nanopartículas de vidrio bioactivo y poliuretano biodegradable para aplicaciones de ingeniería de tejido óseo. J Biomed Mater Res B Appl Biomater 100B, 1387–1396 (2012).

Artículo Google Académico

Kruse, A. et al. Regeneración ósea en presencia de un material sustituto óseo sintético a base de hidroxiapatita/óxido de sílice y un material de sustitución ósea xenogénico a base de hidroxiapatita. Clin Oral Implants Res 22, 506–511 (2011).

Artículo CAS Google Académico

Tao, Z.-S. et al. Estudio de tratamiento del fémur distal para hormona paratiroidea (1–34) y fosfato beta-tricálcico sobre la formación ósea en defectos de tamaño crítico en ratas osteopénicas. J Craneo Maxill Surg 43, 2136–2143 (2015).

Artículo Google Académico

Thomas, MV & Puleo, DA Sulfato de Calcio: Propiedades y Aplicaciones Clínicas. J Biomed Mater Res B Appl Biomater 88B, 597–610 (2009).

Artículo CAS Google Académico

Burg, KJL, Porter, S. & Kellam, JF Desarrollos de biomateriales para ingeniería de tejido óseo. Biomateriales 21, 2347–2359 (2000).

Artículo CAS Google Académico

Peltier, LF El uso de yeso de París para rellenar grandes defectos en el hueso - un informe preliminar. Am J Surg 97, 311–315 (1959).

Artículo CAS Google Académico

Liu, Q., deWijn, JR y vanBlitterswijk, CA Compuestos de nanoapatita/polímero: características mecánicas y fisicoquímicas. Biomateriales 18, 1263–1270 (1997).

Artículo CAS Google Académico

Wang, J. et al. Preparación y evaluación in vitro de cemento óseo bioactivo de silicato de calcio/yeso dopado con estroncio. Materiales biomédicos 9, 10.1088/1748-6041/9/4/045002 (2014).

Mao, JS, Zhao, LG, Yin, YJ & Yao, KD Estructura y propiedades de los andamios bicapa de quitosano-gelatina. Biomateriales 24, 1067–1074 (2003).

Artículo CAS Google Académico

Ren, L., Tsuru, K., Hayakawa, S. y Osaka, A. Nuevo enfoque para fabricar híbridos porosos de gelatina y siloxano para la ingeniería de tejido óseo. Biomateriales 23, 4765–4773 (2002).

Artículo CAS Google Académico

Gao, C. et al. Características de los biomateriales compuestos de sulfato de calcio/gelatina para la reparación ósea. J Biomaterials Sci-polym E 18, 799–824 (2007).

Artículo CAS Google Académico

Montagnani, A. et al. Efecto del tratamiento con simvastatina sobre la densidad mineral ósea y el recambio óseo en mujeres posmenopáusicas hipercolesterolémicas: un estudio longitudinal de 1 año. Hueso 32, 427–433 (2003).

Artículo CAS Google Académico

Wang, JW, Xu, SW, Yang, DS y Lv, RK La simvastatina aplicada localmente promueve la curación de fracturas en ratas ovariectomizadas. Osteoporos Int 18, 1641-1650 (2007).

Artículo Google Académico

Mukozawa, A. et al. Cicatrización ósea de defectos nasales de tamaño crítico en conejos por estatinas en dos portadores diferentes. Clin Oral Implants Res 22, 1327–1335 (2011).

Artículo Google Académico

Sukul, M., Min, Y.-K., Lee, S.-Y. & Lee, B.-T. Potencial osteogénico del andamio de hidrogel de fosfato tricálcico beta-celulosa nanofibrilar cargado de simvastatina en un defecto calvarial de rata de tamaño crítico. Eur Polym J 73, 308–323 (2015).

Artículo CAS Google Académico

Fu, Y.-C. et al. La combinación de microesferas de liberación controlada de sulfato de calcio y simvastatina mejora la reparación ósea en defectos óseos de bóveda craneal de rata de tamaño crítico. Int J Nanomedicine 10, 7231–7240 (2015).

CAS PubMed PubMed Central Google Académico

Coraca-Huber, DC et al. Gránulos de carbonato de calcio/sulfato de calcio cargados con antibióticos como coadyuvante para el injerto óseo. J Mater Sci-mater M 26, 5344 (2015).

Artículo Google Académico

Orellana, BR, Hilt, JZ & Puleo, DA Liberación de fármacos a partir de compuestos a base de sulfato de calcio. J Biomed Mater Res B Appl Biomater 103, 135–142 (2015).

Artículo Google Académico

Tan, H., Yang, S., Dai, P., Li, W. & Yue, B. Preparación y caracterización física de compuestos de material mesoporoso a base de sílice/cemento de sulfato de calcio para la liberación controlada de BMP-2. Int J Nanomedicine 10, 4341–4350 (2015).

CAS PubMed PubMed Central Google Académico

McGrath, JC, Drummond, GB, McLachlan, EM, Kilkenny, C. y Wainwright, CL Pautas para informar experimentos con animales: las pautas ARRIVE. Brit J Pharmacol 160, 1573–1576 (2010).

Artículo CAS Google Académico

Ayukawa, Y. et al. La simvastatina mejora la formación de hueso alrededor de los implantes de titanio en tibias de rata. J Oral Rehabil 37, 123–130 (2010).

Artículo CAS Google Académico

Du, Z., Chen, J., Yan, F. y Xiao, Y. Efectos de la simvastatina en la cicatrización ósea alrededor de implantes de titanio en ratas con osteoporosis. Clin Oral Implants Res 20, 145–150 (2009).

Artículo Google Académico

Okamoto, Y. et al. Simvastatin induce la diferenciación odontogénica de células madre de pulpa dental humana in vitro e in vivo. J Endodont 35, 367–372 (2009).

Artículo Google Académico

Copaja, M. et al. La simvastatina induce la apoptosis por un mecanismo dependiente de Rho en fibroblastos cardíacos y miofibroblastos cultivados. Toxicol Appl Pharm 255, 57–64 (2011).

Artículo CAS Google Académico

Fuentes, I. & Aguilera, C. Miopatía secundaria al tratamiento con inhibidores de la HMG-CoA reductasa. Med Clin (Barc) 111, 700–700 (1998).

CAS Google Académico

Duell, PB, Connor, WE & Illingworth, DR Rabdomiólisis después de tomar atorvastatina con gemfibrozilo. Am J Cardiol 81, 368–369 (1998).

Artículo CAS Google Académico

Jacobson, RH, Wang, P. & Glueck, CJ Miositis y rabdomiólisis asociadas con el uso concurrente de simvastatina y nefazodona. JAMA 277, 296–296 (1997).

Artículo CAS Google Académico

Nyan, M. et al. Formación ósea con la combinación de simvastatina y sulfato de calcio en defectos de bóveda craneal de rata de tamaño crítico. J Pharmacol Sci 104, 384–386 (2007).

Artículo CAS Google Académico

Ozec, I., Kilic, E., Gumus, C. y Goze, F. Efecto de la aplicación local de simvastatina en defectos mandibulares. J Craneofac Surg 18, 546–550 (2007).

Artículo Google Académico

Wong, RWK & Rabie, ABM Injertos de colágeno con estatina utilizados para reparar defectos en el hueso parietal de conejos. Brit J Oral Max Surg 41, 244–248 (2003).

Artículo CAS Google Académico

Papadimitriou, K., Karkavelas, G., Vouros, I., Kessopoulou, E. y Konstantinidis, A. Efectos de la aplicación local de simvastatina en la regeneración ósea en defectos del hueso femoral en conejo. J Craneo Maxill Surg 43, 232–237 (2015).

Artículo Google Académico

Thylin, MR et al. Efectos de los geles de simvastatina en el hueso craneal murino. J Periodontol 73, 1141–1148 (2002).

Artículo CAS Google Académico

Stein, D. et al. Efectos locales de la simvastatina sobre el crecimiento y la inflamación del hueso mandibular. J Periodontol 76, 1861–1870 (2005).

Artículo CAS Google Académico

ElGhannam, A., Ducheyne, P. & Shapiro, IM Formación de productos de reacción de superficie sobre vidrio bioactivo y sus efectos sobre la expresión del fenotipo osteoblástico y la deposición de matriz extracelular mineralizada. Biomateriales 18, 295–303 (1997).

Artículo CAS Google Académico

Hu, G. et al. Estudio del cemento inyectable y degradable de sulfato de calcio y fosfato de calcio para la reparación ósea. J Mater Sci-mater M 21, 627–634 (2010).

Artículo CAS Google Académico

Lin, M. et al. Nuevos cementos óseos compuestos de yeso/silicato de calcio altamente bioactivos y biodegradables: desde las características fisicoquímicas hasta los aspectos in vivo. J Mater Chem B Mater Biol Med 2, 2030–2038 (2014).

Artículo CAS ANUNCIOS Google Académico

Nemeth, EF & Carafoli, E. El papel del calcio extracelular en la regulación del calcio intracelular y la función celular - introducción. Calcio celular 11, 319–321 (1990).

Artículo CAS Google Académico

Zhou, S. et al. Estudios in vitro de cementos óseos de silicato de fosfato de calcio. J Mater Sci-mater M 24, 355–364 (2013).

Artículo CAS Google Académico

Reffitt, DM et al. El ácido ortosilícico estimula la síntesis de colágeno tipo 1 y la diferenciación osteoblástica en células similares a osteoblastos humanos in vitro. Hueso 32, 127–135 (2003).

Artículo CAS Google Académico

Huang, X., Huang, Z. & Li, W. La liberación altamente eficiente de simvastatina de andamios de sulfato de calcio cargados de simvastatina mejora la regeneración ósea segmentaria en conejos. Mol Med Rep 9, 2152–2158 (2014).

Artículo CAS Google Académico

Lee, Y. et al. El efecto de las estrategias de administración local de simvastatina en la formación de hueso mandibular in vivo. Biomateriales 29, 1940-1949 (2008).

Artículo CAS Google Académico

Zhang, H.-X. et al. Biocompatibilidad y osteogénesis de andamios compuestos de fosfato de calcio que contienen microesferas de PLGA cargadas con simvastatina para la ingeniería de tejido óseo. J Biomed Mater Res A 103, 3250–3258 (2015).

Artículo CAS Google Académico

Anbinder, AL et al. Influencia de la simvastatina en la regeneración ósea de los defectos tibiales y el nivel de colesterol en sangre en ratas. Braz Dent J 17, 267–273 (2006).

Artículo Google Académico

Encarnaçao, IC et al. Análisis del Proceso de Reparación e Inflamación Ósea Provocado por Simvastatina Combinada con PLGA+HA+betaTCP Scaffold. Implant Dent 25, 140–148 (2016).

Artículo Google Académico

Descargar referencias

Los autores agradecen al profesor Gou de la División de Investigación de Bio-nanomateriales y Medicina Regenerativa de la Universidad de Zhejiang por donar los polvos de silicato de calcio/yeso. Este trabajo fue apoyado por subvenciones de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (Subvención No. 31470945), la Fundación de Ciencias Naturales de la Provincia de Zhejiang, China (Subvención No. Y14H140015) y el fondo del departamento de salud de la provincia de Zhejiang (Subvención No. 201475045) .

Departamento de Implantología, Hospital de Estomatología, Facultad de Medicina, Universidad de Zhejiang, Yan'an Road, Hangzhou, República Popular China

Jing Zhang, Huiming Wang, Jue Shi, Kaichen Lai y Guoli Yang

Departamento de Endodoncia, Hospital de Estomatología, Facultad de Medicina, Universidad de Zhejiang, Yan'an Road, Hangzhou, República Popular China

ying wang

Instituto Internacional de Nanosistemas de Zhejiang-California, Universidad de Zhejiang, Hangzhou, 310058, China

Xian Yan Yang

Instituto de Investigación Clínica, Hospital Popular Provincial de Zhejiang, No. 158 Shangtang Road, Hangzhou, 310014, Provincia de Zhejiang, China

Xiaoyi Chen

También puede buscar este autor en PubMed Google Scholar

También puede buscar este autor en PubMed Google Scholar

También puede buscar este autor en PubMed Google Scholar

También puede buscar este autor en PubMed Google Scholar

También puede buscar este autor en PubMed Google Scholar

También puede buscar este autor en PubMed Google Scholar

También puede buscar este autor en PubMed Google Scholar

También puede buscar este autor en PubMed Google Scholar

XY preparó los polvos de silicato de calcio y yeso. JZ escribió el texto principal del manuscrito y preparó las Figuras 1,2,3–4 y la Tabla 1. HW y YW prepararon las Figuras 5,6–7. JS, KL y XC participaron en los experimentos con animales y análisis estadístico. GY fue el supervisor en el estudio. Todos los autores revisaron el manuscrito.

Correspondencia a Guoli Yang.

Los autores declaran no tener intereses financieros en competencia.

Este trabajo tiene una licencia internacional Creative Commons Attribution 4.0. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en la línea de crédito; si el material no está incluido bajo la licencia Creative Commons, los usuarios deberán obtener el permiso del titular de la licencia para reproducir el material. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/

Reimpresiones y permisos

Zhang, J., Wang, H., Shi, J. et al. Combinación de simvastatina, silicato de calcio/yeso y gelatina y regeneración ósea en defectos de bóveda craneal de conejo. Informe científico 6, 23422 (2016). https://doi.org/10.1038/srep23422

Descargar cita

Recibido: 30 junio 2015

Aceptado: 07 de marzo de 2016

Publicado: 21 de marzo de 2016

DOI: https://doi.org/10.1038/srep23422

Cualquier persona con la que compartas el siguiente enlace podrá leer este contenido:

Lo sentimos, un enlace para compartir no está disponible actualmente para este artículo.

Proporcionado por la iniciativa de intercambio de contenido Springer Nature SharedIt

Reseñas de insuficiencia cardíaca (2021)

Investigación de biomateriales (2018)

Boletín de polímeros (2018)

Al enviar un comentario, acepta cumplir con nuestros Términos y Pautas de la comunidad. Si encuentra algo abusivo o que no cumple con nuestros términos o pautas, márquelo como inapropiado.